Introducción

La zona sur de Manabí, Ecuador tiene una gran variedad de especies maderables, cuenta aún con bosques primarios, zonas de reserva y a pesar de eso el hombre no ha respetado la naturaleza, ya que ha deforestado en forma indiscriminada los bosques para hacer uso de este recurso.

La especie Tabebuia chrysantha es un árbol originario de la zona intertropical de América. Es común en toda la geografía ecuatoriana en el rango altitudinal de 200 a 1200 msnm, crece preferiblemente en regiones cálidas. En Loja, Ecuador, cantón Zapotillo, parroquias Mangahurco, Bolaspamba y Cazaderos, está el bosque de Guayacán más vistoso, debido a que alberga 40.000 hectáreas de la especie. El Guayacán es un árbol de 12 a 15 metros de altura, de tronco fuerte, compacto, recto, cilíndrico y de aproximadamente 60 centímetros de diámetro. Es considerado una de las maderas más duras y resistentes del continente americano; su corteza es de color marrón, negruzco y escamoso; su sistema radicular es grande y profundo; y sus hojas son grandes con 5 folíolos, de flores amarillas (Ministerio de Turismo 2014).

La especie Tabebuia billbergii (Bureau& K. Schum) Standley conocida también como Tecoma billbergii Bureau & Schumann y Tabebuia ecuadorensis Standley, de la familia Bignoniaceae y especies del género reportadas, ya que Ecuador tiene una distribución geográfica, endémica dentro del bosque seco de la costa del Ecuador y Perú, en altitudes de 0 a 50 msnm. También se encuentra en el norte de Venezuela, en zonas adyacentes en Colombia y en el sur oriente de Ecuador. En Ecuador crece en Manabí, Guayas y Loja en bosques secos pluviestacionales. Se caracteriza por ser un árbol caducifolio de 12-14 m de altura y 20-25 cm de DAP, con fuste cilíndrico. Presenta corteza pardo oscuro, marcadamente fisurada con ramas de color café-claro, pubescente y hojas compuestas, opuestas, decusadas, digitadas (palmadas), de 3-5 foliolos, ovados angostos que miden hasta 10 cm de longitud y 5 cm de ancho. El foliolo terminal es más grande que los laterales, ligeramente pubescentes en el haz, borde entero, de ápice agudo a acuminado. Tiene flores con cáliz campanulado, pubescente, corola tubular amarillo limón con estrías pardas o rojas en la garganta, de 6-8 cm de largo, dispuestas en una inflorescencia racimosa terminal de 6-8 flores. Sus frutos son una cápsula linearoblonga de hasta 17-25 cm de longitud por 8-10 mm de ancho, con pelos diminutos dispersos, café-oscuro cuando se secan; sus semillas son delgadas y tienen alas transparentes membranosas (Ministerio de Agricultura del Perú 2002). T. billbergii es una especie representativa del bosque estacionalmente seco (BES), un ecosistema muy frágil que se extiende desde la península de Santa Elena, en el Sur del Ecuador, hasta el noroeste del Perú (Brack y Mendiola 2004).

La especie Myroxylon balsamum, es un árbol originario de América Tropical, se encuentra distribuido en forma natural en América del sur; su presencia se ha registrado en Bolivia, Brasil, Ecuador, Paraguay, Perú, Venezuela, Guyana y el noroeste de Argentina. En el Ecuador se encuentra en las provincias de Esmeraldas, sector de San Mateo a 45 msnm; Manabí (Limongi 2012). En Ecuador es una de las especies maderables nativas amenazadas ante la acelerada deforestación que se registra en la ecoregión del bosque seco del Litoral ecuatoriano.

Una de las estrategias para superar las dificultades de propagación y evitar la extinción de especies valiosas, es el cultivo in vitro de tejido vegetal (Delgado et al. 2008). El cultivo in vitro de tejidos vegetales es una técnica que permite la propagación clonal de especies de propagación vegetativa o de variedades que se pretenden someter a protocolos de transformación genética (Martínez 2014). La propagación in vitro incrementa de forma rápida el número de individuos, esta etapa es importante en la producción de plántulas a nivel industrial, ya que permite el establecimieto de un banco de germoplasma con fines de rescate (Uribe et al. 2008). Además, permite obtener plantas libres de enfermedades, en algunas ocasiones reduce el tiempo de propagación (Rebolledo et al. 2006). Debido a las dificultades de propagación sexual de Myroxylon balsamum, (bálsamo) Tabebuia crhysantha (guayacán), Tabebuia billbergii (madero negro) y a la escasa información disponible de propagación in vitro (Valverde et al. 1998, Collado et al. 2004, Pérez et al. 2012), es que la presente investigación tuvo como objetivos: i) desarrollar un protocolo para establecer y multiplicar plantas micropropagadas en condiciones in vitro para el establecimiento de cultivos de especies nativas amenazadas en la zona sur de Manabí y ii) definir los medios de cultivos y protocolos de desinfección más adecuados para la reproducción in vitro de las especies nativas amenazadas que facilite el establecimiento y multiplicación de plantas de Myroxylon balsamum, Tabebuia crhysantha y Tabebuia billbergii, mediante la aplicación de técnicas de cultivo in vitro con fines de recuperación.

Materiales y métodos

La investigación se realizó en el laboratorio de cultivo de tejidos vegetales de la Universidad Estatal del Sur de Manabí (UNESUM), Ecuador.

Material vegetal y preparación de los explantes

Se emplearon segmentos nodales de plantas de Myroxylon balsamum, Tabebuia crhysantha y Tabebuia billbergii de 3 meses, los cuales se mantuvieron en el invernadero del Laboratorio de Biotecnología vegetal. Las plantas fueron fumigadas 2 veces por semana con mezcla de Agrimicin y Benlate a una concentración de 1 g.l^-1 (Indacochea 2013), para disminuir la contaminación de los segmentos nodales en el establecimiento in vitro (Rebolledo et al. 2006, Flores et al. 2009).

Medios de cultivo

Se empleó el medio de cultivo MS propuesto por Murashige y Skoog (1962) y Uribe et al. (2008) y se suplementó con bacto agar (Becton, Dickinson and Company) (7 g.l^-1) sacarosa (30 g.l^-1), 20 mg.l^-1 de gentamicina, Macronutrientes (25 ml.l^-1), Micronutrientes (10 ml.l^-1), Cloruro de Calcio (10 ml.l^-1), Yoduro de Potasio (10 ml.l^-1), Sulfato de Hierro (10 ml.l^-1), Vitamina Gambort (10 ml.l^-1) y Cisteína (10 ml.l^-1); el PH ajustado a 5,7 con NaOH a una concentración 0,1 N. El medio fue químicamente esterilizado con vitrofural al 0,118 g.l^-1 en la cámara de flujo laminar.

Establecimiento aséptico del cultivo

Los explantes recolectados de 3 cm de longitud fueron colocados en una solución de ácido ascobicos 150 mg.l^-1 y lavados con agua destilada (2 a 3 veces), para luego ser sumergidos en agua destilada por 10 minutos para disminuir el contenido endógeno de fenoles. Pasado este periodo, los explantes se sumergieron en una solucion de bicloruro de mercurio a concentración de 0,25% más 2 gotas de Tween 80 durante 5 minutos, utilizando la zaranda orbital Vwr, modelo: Incubating Orbital Shaker Serie: 100928002 y luego se enjuagaron 3 veces con agua destilada estéril. En la cabina de flujo laminar Labconco, modelo: 3450001, serie: 1008293010, se procedió según tratamientos: (T1) 1% Povidyn® por 5 min +10% NaClO +2 gotas Tween por 5 min + 0,5% HgCl2 por 5 min, (T2) 1% de Povidyn® por 10 min +10% NaClO +2 gotas Tween por 10 min +0,5% HgCl2 por 5 min, (T3) 10% de Povidyn® por 15 min +10% NaClO +2 gotas Tween por 15 min +0,5% HgCl2 por 5 min(T4) 10% de Povidyn® por 20 min +10% NaClO +2 gotas Tween por 5 min +0,5% HgCl2 por 5 min, (T5) 1% Povidyn® por 15 min +12% NaClO +2 gotas Tween por 5 min +0,5% HgCl2 por 5 min y (T6) 1% Povidyn por 20 min +15% NaClO +2 gotas Tween por 5 min +0,5% HgCl2 por 5 min, con 3 enjuagues de agua destilada estéril. Los explantes fueron sembrados en tubos de ensayo de 2,5 x15 cm con 10 ml de medio de cultivo y cultivados a 25°C ± 1°C durante 30 días.

Fase de multiplicación

Los explantes establecidos en la etapa anterior, libres de agentes contaminantes de entre 2 cm de longitud, fueron transferidos a un medio de cultivo MS de multiplicación, con bencilaminopurina (BAP) (1,5; 2,5 y 3 mg.l^-1) y ácido indolbutírico (AIB) (0,5 y 1 mg.l^-1), se siguió el método descrito por Gupta et al. (1980) y Carranza-Patiño et al. (2012). Se efectuaron 3 siembras a intervalos constantes de 30 días.

Fase de enraizamiento

Fueron seleccionados brotes de 3 cm de longitud de la fase de multiplicación, se transfirieron a medio de cultivo de enraizamiento, con AIB en concentraciones de 1; 1,5; 2 y 2,5 mg.l^-1. Los explantes fueron evaluados a los 30 días de su establecimiento. En el Cuadro 1, se muestran los tratamientos y las variables evaluadas en las distintas fases de la propagación in vitro de las especies de Myroxylon balsamum, Tabebuia crhysantha y Tabebuia billbergii.

Incubación y fotoperíodo de vitroplantas

La incubación en las 3 etapas se efectuó en el área de crecimiento de cultivo con intensidad lumínica de 50 μmol.m^-2.s^-1 con un fotoperíodo de 16 h y temperatura de 25±1ºC.

Diseño experimental y análisis estadístico

Para analizar las condiciones del ensayo en la fase de establecimiento y multiplicación, se empleó un Diseño Completamente Aleatorizado (DCA) con arreglo factorial (2x3) (Cuadro 1) con 6 tratamientos, 4 repeticiones (Gabriel et al. 2017). La fase de enraizamiento se evaluó mediante un DCA con 4 tratamientos y 4 repeticiones. Se utilizaron 5 unidades experimentales en cada fase.

Previo al análisis de las variables de respuesta, se realizó una prueba de normalidad y de homogeneidad de varianzas. Una vez que se comprobó la no distribución normal de los valores de las variables de respuesta en estudio, para que esos sean comparables, se ajustó los mismos con la fórmula: √(x+0,5) (Gabriel et al. 2017).

Luego los datos de cada una de las variables se sometieron a un análisis de varianza y separación de medias al 95% de probabilidad; se empleó el programa estadístico MSTAT-C (Michigan State University 1989). Para establecer diferencias estadísticas entre tratamientos se efectuó la prueba de rangos múltiples de Tukey (p<0,05).

Resultados y discusión

Establecimiento in vitro de Myroxylon balsamum

La contaminación por bacterias, números de brotes y longitud de brotes (tratamientos T3, T6 y T5), no mostraron diferencias significativas (p<0,05). En los explantes contaminados por hongos, quemados y vivos (%) se observaron diferencias notables (p<0,05), puesto que obtuvieron los promedios más altos en los tratamientos T4, T5 y T6. Al incubar en 1% Povidyn® por 20 minutos +15% NaClO +2 gotas Tween por 5 minutos +0,5% HgCl2 por 5 minutos (T6), no se observaron diferencias significativas, ya que alcanzó un 90% de explantes vivos, libres de contaminación por hongos y bacterias a los 30 días de evaluación (Cuadro 2).

Los resultados en esta fase superan a los referidos para Terminalia amazonia al utilizar HgCl₂ 0,1% con un tiempo de exposición de 5 min con un porcentaje de explantes sobrevivientes (76%). Por otro lado, en el caso de V. allenii, solo se observaron explantes limpios en la desinfección con HgCl₂; (47,5%), de los cuales solo el 10% sobrevivieron y no se observó oxidación del medio de cultivo. Sin embargo, en esta especie se observó gran pérdida de material por necrosis, de los explantes, en todos los tratamientos de desinfección y por la presencia de una bacteria persistente. De acuerdo con Smith (2000) y Alvarado (1998), es frecuente que el material vegetal tenga microorganismos endógenos. En algunos casos estos microorganismos se pueden expresar, porque la desinfección es un estrés para el vegetal o quedaron latentes y almacenados en el interior de las células espacios intercelulares o haces conductores. Por otra parte, el tratamiento con cloruro de mercurio fue efectivo para el control de contaminantes, ya que se obtuvo en promedio un 32% de los explantes contaminados y hasta 67% de explantes supervivientes en el tratamiento con 0,25% de HgCl2 por 10 min, en el medio MS para Terminalia amazonia (Méndez y Abdelnour 2014). Es frecuente que el material vegetal tenga microorganismos endógenos.

Establecimiento in vitro de Tabebuia crhysantha (guayacán)

Las observaciones durante los 30 días de evaluación de los tratamientos de desinfección permitieron determinar diferencias significativas entre los procedimientos. Se observó que el grupo de tratamientos (T6) con 1% Povidyn por 20 min +15% NaClO +2 gotas Tween por 5 min +0,5% HgCl2 por 5 min (Cuadro 3) presentaron el mayor porcentaje de sobrevivencia de los explantes con un valor promedio de 87% respectivamente, en relación con los otros grupos en ambos medios de cultivo. Los resultados obtenidos en esta fase en Cordia alliodora, al utilizar hipoclorito de sodio al 2,5% durante 2 minutos, mostraron una menor tasa de contaminación; pero este desinfectante provocó un aumento considerable del número de explantes perdido por fenolización y necrosis, lo que demuestra el efecto dañino que tienen estos desinfectantes sobre los tejidos vegetales (Indacochea 2013). Al respecto, varios autores reportan que el uso de hipoclorito de sodio durante 15 a 20 minutos reduce la contaminación (Romano et al. 2000), pero en ocasiones puede provocar la necrosis de los tejidos, que puede conducir a la muerte del explante (Sotolongo 2003), sin embargo, en otras especies ha resultado negativo, pues inhibe el crecimiento y provoca la muerte del explante (Camargo y Pascual 1999). Pérez et al. (2012) aplicaron hipoclorito de sodio al 10% durante 10 min en explantes de caoba, lo cual logró reducir la contaminación hasta un 14%. Por otra parte, (Carranza-Patiño et al. 2012) al emplear 15 g de hipoclorito de calcio durante 20 minutos, alcanzaron 95% de explantes vivos, libres de contaminación por hongos y bacterias. Los problemas en el establecimiento in vitro de especies leñosas, se deben en gran medida a la contaminación microbiana de los explantes provenientes del invernadero (Carranza-Patiño et al. 2012), lo que parece confirmarse en los resultados de esta investigación. Los resultados obtenidos sugieren que la contaminación presente en el material vegetal, de las especies Myroxylon balsamum, Tabebuia crhysantha y Tabebuia billbergii, puede ser impedido mediante la desinfección con 1% Povidyn®

Establecimiento in vitro de Tabebuia billbergii (madero negro)

En Tabebuia billbergii, para la variable explantes libres de contaminación, no se logró determinar diferencia entre los tratamientos de desinfección aplicados. El tratamiento con % Povidyn® por 20 min +15% NaClO +2 gotas Tween por 5 min +0,5% HgCl2 por 5 min, resultó ser el mejor, debido a que el porcentaje de explantes sobrevivientes fue alto (88%). Por su parte, T2 y T3 presentaron 95 y 97% de explantes contaminados. Además, se debe mencionar que se observó oxidación de los medios de cultivo en todos los explantes desinfectados tanto con los T1, T2 como con T3_, T4 y T5. Por este motivo, se necrosó gran parte del material introducido. Se definió el tratamiento (T6) como el más efectivo en la desinfección de segmentos nodales Tabebuia billbergii. Los resultados obtenidos difieren de los porcentajes de supervivencia menores que 70% encontrados en explantes de otras especies leñosas; así, Abdelnour et al. (2011a) encontraron un porcentaje de asepsia de 61% en semillas de pilón (Hieronyma alchorneoides) al emplear hipoclorito al 5,5% durante 30 min; Abbasi et al. (2013) encontraron una supervivencia de 70% en níspero (Eriobotrya japonica) con este mismo desinfectante al 10%. Estos resultados evidencian que el proceso de desinfestación de cualquier tipo de explante, y en particular de los provenientes de plantas leñosas, es uno de los limitantes más severos en el establecimiento in vitro de estas especies (Cuadro 4).

Fase de multiplicación Myroxylon balsamum (bálsamo)

De acuerdo con los resultados obtenidos en la regeneración in vitro a partir de los segmentos nodales de Myroxylon balsamum (bálsamo), en los tratamientos no se encontraron diferencias significativas (p<0,05) entre los tratamientos (Cuadro 5), al añadir 2 mg.l^-1 BAP + 1 mg.l^-1 ANA, se obtuvo el 80% de explantes con brotes y un promedio de 0,16 cm de longitud (T4). Según Kumar et al. (2009) en su trabajo sobre regeneración in vitro del guayabo, utilizaron segmentos nodales que establecieron en medio MS, la mayor brotación fue con 1 mg.l^-1 de BAP y desarrollaron 2,45 brotes por explante y el tratamiento óptimo para inducir raíz fue 1 mg.l^-1 de IBA. Ali et al. (2003), en su trabajo sobre micropropagación in vitro de guayaba, utilizaron segmentos nodales establecidos en medio MS, obtuvieron hasta 3,72 brotes por explantes con una longitud de hasta 3 cm con 2 mg.l^-1 BAP, reportaron haber tenido mejores resultados en la formación de raíces al utilizar 1 mg.l^-1 de IBA, con raíces de hasta 5,4 cm de longitud. Tagelsir et al. (2006) reportaron el tratamiento de 1 mg.l^-1 IBA como el más efectivo para el enraizamiento de Psidium guajava L. Muhammad et al. (2012), después de superar la etapa de multiplicación in vitro e inducir la formación de raíces de las plántulas, las aclimataron gradualmente al colocarlas en macetas con composta. Este resultado fue menor si se compara con los obtenidos en Cedrela montana (cedro blanco), que al utilizar BAP 2,0 mg.l^-1, se obtuvo un número promedio de 3 brotes por explante, de 6,0 mm (Díaz 2012). De igual forma, en Cedrela salvadorensis se obtuvo un número promedio de 2 brotes por explante al usar concentraciones de BA 0; 0,5; 2,5 y 3,5 5mg.l^-1 (Soto et al. 2010). En Tabebuia rosea, una de las escasas especies del género hasta ahora con resultados publicados, al utilizar explantes obtenidos de plantas de 2 a 3 años establecidas en condiciones de invernadero, se alcanzó la mejor tasa de multiplicación in vitro en medio de cultivo con BAP 17,8 μM. (Suárez et al. 2006). Asimismo, en Tabebuia donnell-smithii se alcanzaron tasas elevadas de multiplicación en medio de cultivo suplementado con AG3 0,47 µm y KIN 6,04 µm (Ramírez et al. 2009).

Fase de multiplicación Tabebuia crhysantha

Si bien, no se encontró diferencias significativas (p<0,05) entre los tratamientos (Cuadro 6), según Castillo (2004), durante la fase de brotamiento se espera que los explantes originen brotes axilares con varios nudos y hojas, en el trabajo que se presenta, al añadir 2 mg.l^-1 BAP + 1 mg.l^-1 ANA, se obtuvo el 82% de explantes con brotes con un promedio de longitud de brotes 18 cm de la especie en estudio (T4). Estos resultados son superiores a los obtenidos en Cordia alliodora, por (Indacochea 2013) que alcanzó una brotación de explante 63,8% y un promedio del número de brotes por explantes de aproximadamente 2,6 brotes. Este resultado fue menor si se compara con los obtenidos en Cedrela montana (cedro blanco), que al utilizar BAP 2,0 mg.l^-1, se obtuvo un número promedio de 3 brotes por explante de 6,0 mm (Díaz 2012). Comúnmente, para especies forestales se utiliza BAP en combinación con auxinas para inducir la multiplicación. Las plantas superiores, al poseer una mejor carga hormonal endógena comparada con plantas herbáceas, según (Schmülling 2004), no requieren que se les suministre una elevada carga hormonal para establecerlas y lograr su multiplicación en condiciones in vitro, por ello, el resultado obtenido es favorable para la micropropagación de Tabebuia crhysantha (guayacán). Monteuuis et al. (1998) y Mantovani et al. (2001) lograron con la adición de 1 mg.l^-1 y 2 mg.l^-1 de BAP favorecer el desarrollo de un mayor porcentaje de brotes (64% y 71%,), al incrementar también el número de ejes por estaca a 2 y 3. Daquinta et al. (2001), al combinar el BAP (2 mg.l^-1) con AIA (0,02 mg.l¹), observaron el mayor porcentaje de brotación de 80% y la mayor producción de ejes por estaca (4,6 ejes por estaca). Además, cuando la concentración de AIA fue incrementada a 0,2 mg.l^-1, la brotación se disminuyó a un 55%; lo mismo que el número de ejes por estacas (2 ejes), a la vez se incrementó el porcentaje de microestacas que produjeron callos en lugar de brotes de un 45%. Millán y Ballester (2007) obtuvieron brotes de las especies Chlorophora tinctoria L.y Quercus humboldtii, que alcanzaron 80% de brotes; en esta etapa se ha comprobado que la concentración ideal de BAP es la de 1 mg.l^-1, ya que a concentraciones mayores, se produce un aumento en la producción de brotes. De igual forma, en Cedrela salvadorensis se obtuvo un número promedio de 2 brotes por explante al utilizar concentraciones de BA 0; 0,5; 2,5 y 3,5 5 mg.l^-1 (Soto et al. 2010).

Fase de multiplicación Tabebuia billbergii (madero negro)

De acuerdo con los resultados obtenidos en la regeneración in vitro a partir de los segmentos nodales de Tabebuia billbergii, no se encontraron diferencias significativas (p<0,05) entre los tratamientos (Cuadro 7), al añadir 2 mg.l^-1 BAP + 1 mg.l^-1 ANA, se obtuvo el 87% de explantes con brotes con un promedio de longitud de 17 cm de la especie en estudio (T4). Estos resultados, según Castro et al. (2002), reportaron que la mayor tasa de multiplicación en Tectona grandis LF (teca), se obtuvo cuando los explantes consistentes de meristemos apicales, obtenidos de brotes epicórmicos, fueron cultivados en un medio MS suplementado con 2,22 mg.l^-1 de BAP. Al respecto, García et al. (2011), reportan que al parecer este es un comportamiento de determinadas familias como Meliaceae y Boraginaceae, al igual que algunas especies de leguminosas (McCown 2000, Jha y Das 2004).

En C. alliodora, se realizaron hasta 3 subcultivos, la tasa de multiplicación nunca aumentó y se mantuvo aproximadamente en 2,5 brotes. Aunque, por norma general en las distintas metodologías de micropropagación, se establece que una vez multiplicado el material, este debe aumentar la tasa de multiplicación en los subsiguientes subcultivos (Indacochea 2013, Sotolongo 2003, Yasodha et al. 2005). En otras, el comportamiento resulta ser a la manutención del número de brotes por explante (Maruyama 2006, Pérez et al. 2012, Rodríguez et al. 2003) e inclusive la pérdida de la respuesta morfogenética con los subcultivos (Ríos et al. 2005), las cuales son llamadas por McCrown (2000) y García et al. (2011) como recalcitrantes al cultivo in vitro, los resultados en C. alliodora indican que este puede ser el caso de esta especie. El efecto inhibitorio en la emisión y elongación de los brotes por aumento en la concentración exógena de hormonas es diferente dependiendo del tipo de hormona a emplear y la reducción de los niveles, ya sea de auxina o citoquinina, al tener efectos distintos sobre el desarrollo de las plántulas in vitro (Sánchez et al. 2004). Para inducir la división y elongación celular, es necesario un balance apropiado entre citoquininas y auxinas en un medio nutritivo, además de las que se encuentran en forma endógena en los explantes in vitro (Cob et al. 2010). Los resultados sobre el número de brotes encontrados en esta investigación (0,34 a 0,75) concuerdan con lo encontrado con Carranza-Patiño et al. (2012). En este estudio, la combinación de BAP y AIB, en una relación 2:1 mg.l^-1 fue suficiente para conseguir altos porcentajes de brotación y longitud de brotes de Tabebuia billbergii, resultados que coincidieron con Carranza-Patiño et al. (2012), pues alcanzaron 2 mg.l^-1 de BAP en combinación con 1 mg.l^-1 de AIB, para llegar a un 70% de explantes de caoba.

Fase de enraizamiento de Myroxylon balsamum (bálsamo)

De todos los tratamientos aplicados en la fase de enraizamiento (Cuadro 8), ninguno permitió la formación de raíces, sin embargo, con el tratamiento T4: 2 mg.l^-1 BAP + 1 mg.l^-1 ANA se obtuvo un 64% de explantes vivos. Estos resultados fueron similares a los descritos por Bernal et al. (2009) en el establecimiento y aclimatización de vitroplantas de S. macrophylla. La baja capacidad de implantación se mostró con la auxina AIB, inhibida completamente en las diferentes concentraciones utilizadas. En Tectona grandis (teca) la respuesta rizogenética fue de 13,3% al utilizar 3 mg.l^-1 de ANA y 18% al emplear 2,5 mg.l^-1 de AIB enraizaron (Abdelnour y Muñoz 2005). Silva et al. (2010) indican que no todas las auxinas naturales o sintéticas pueden inducir primordios radicales in vitro. En algunas especies vegetales se dificulta el arraigado aun en presencia de auxinas, al ser otros factores los que influyen en la inducción de raíces (Vázquez y Torres 1995). Algunas especies de plantas no necesitan pasar por la etapa de enraizamiento y emiten sus raíces en el mismo medio de cultivo donde desarrollan yemas nuevas, por lo que ocurre en el proceso de multiplicación y enraizamiento en forma simultánea (Sánchez et al. 2004). En esta investigación se realizó una combinación de citoquinina BAP y las auxinas AIB y ANA, puesto que es la más utilizada en la inducción radical (Collado et al. 2004). Por otro lado, González et al. (2010), al trabajar en brotes adventicios obtenidos de vitroplantas de Tabebuia donnellsmithii a partir de brotes de estacas, observaron enraizamiento en medio de cultivo suplementado con AIB 20 µM (4 mg.l^-1). Asimismo, en Tabebuia rosea, al utilizar explantes obtenidos de plantas de 2 a 3 años, establecidas en condiciones de invernadero, la mayor tasa de enraizamiento ocurrió en presencia de ANA 5,37 μM (Suárez et al. 2006).

Fase de enraizamiento de Tabebuia crhysantha guayacán

De todos los tratamientos aplicados en la fase de enraizamiento (Cuadro 9) ninguno permitió la formación de raíces, sin embargo, con el T4: 2 mg.l^-1 BAP + 1 mg.l^-1 ANA se obtuvo un 66% de explantes vivos. Los resultados obtenidos en esta investigación coinciden con Carranza-Patiño et al. (2012), que los mejores brotes de la fase de multiplicación se colocaron en medio de cultivo MS con diferentes concentraciones de ANA para facilitar su enraizamiento, ninguno de los tratamientos ensayados permitió generar raíces a los 30 días de su evaluación, aunque el mayor porcentaje de sobrevivencia (65%) se obtuvo al combinar 2 mg.l^-1 BAP y 1 mg.l^-1 ANA para multiplicar Swietenia macrophylla, caoba y los informados por Rathore et al. (1993), quienes encontraron que la combinación BAP y AIA (2 mg.l^-1 y 0,02 mg.l^-1), respectivamente, fue la más eficiente para la multiplicación de teca. Por otra parte, Umboh (1988) señaló que la combinación BAP y ANA también resultaron eficientes para inducir la multiplicación de teca, aun cuando no informaron sobre la cantidad de ejes o nudos producidos.

De acuerdo con los resultados obtenidos, se demostró la necesidad de una fuente exógena de auxinas para el enraizamiento de los brotes y se encontró que en general las más usadas en esta fase son el ANA, AIB, AIA (Orellana 1998). Sotolongo et al. (2011) y Flores et al. (2009), reportan que en especies forestales, el AIB tiene mejor respuesta que los demás reguladores del crecimiento. Algunas especies de plantas no necesitan pasar por esta etapa y emiten sus raíces en el mismo medio de cultivo donde desarrollan yemas nuevas, por lo tanto, el proceso de multiplicación y enraizamiento transcurren en forma simultánea (Castillo 2004). El proceso de enraizamiento en los brotes propagados in vitro requiere generalmente el trasplante a un medio de cultivo modificado. Asimismo, se requiere cambiar el balance hormonal, esto es disminuir las citoquininas y aumentar las auxinas (Villalobos y Torpe 1993). Entre los efectos auxínicos en las plantas, se encuentra la formación de raíces (Barba 1991); numerosos estudios han demostrado que los contenidos de auxinas en el medio de cultivo inducen el crecimiento de este órgano a partir de segmentos de ñame (Mantell et al. 1993).

De todos los tratamientos aplicados en la fase de enraizamiento (Cuadro 10) ninguno permitió la formación de raíces, sin embargo, con el T4: 2 mg.l^-1 BAP + 1 mg.l^-1 ANA se obtuvo un 68% de explantes vivos. En muchas especies forestales el enraizamiento puede ocurrir al pasar las plántulas enraizadas a un medio libre de hormonas (Daquinta et al. 2001), lo cual puede deberse al contenido endógeno de auxinas que pueden desencadenar la rizogénesis (Bernal et al. 2009), además, que se reconoce que esta fase tiene requerimientos nutricionales inferiores a la multiplicación, por lo que en muchas ocasiones disminuir la concentración del medio de cultivo en esta etapa favorece el enraizamiento (Gamboa y Abdelnour 2011, González y Vilca 1998). Para C. alliodora el mejor medio fue con AIB, no solo por el porcentaje de enraizamiento, sino también por la morfología de las raíces, lo cual coincide con Schuler et al.(2005), Núñezet al. (2008) y Castro y Sánchez (2010), en los que solo una auxina es usada para el enraizamiento y donde los porcentajes de este oscilan entre 80-95%. Millán et al. (2011) demostraron en Cedrela odorata L, (Cedro) que el efecto del AIB en concentración de 1 mg.l^-1 sobre la rizogénesis radica en el aumento del número de meristemoides que se derivan de tejidos del cambium, especialmente de las células parenquimatosas cercanas a la región más externa del floema cerca del anillo del esclerénquima, los cuales se diferencian más tarde alrededor del sexto día en el medio de cultivo. Al igual, que trabajos realizados en el CATIE (Leakey et al. 1990) con varias especies, tales como: Terminalia oblonga (Ruiz & Pav.) (0,8% de AIB), Cordia alliodora (Ruiz & Pav) (0,8%-1,6% de AIB) y la especie Hyeronima alchorneoides (1,6% de AIB); con la especie C. iguaguana, los mejores porcentajes de enraizamientos se obtuvieron cuando se utilizaron dosis al 0,8% (T4) y 1,6% (T5) de AIB. En esta investigación se realizó una combinación de citoquinina BAP y la auxina AIA, ya que es la más utilizada en la inducción radical (Collado et al. 2004). Minchala (2011) informó sobre el establecimiento de ápices caulinares, brotamiento y enraizamiento in vitro de ápices caulinares obtenidos de plántulas provenientes de la germinación in vitro de semillas.

La serie de procesos para la propagación in vitro de plantas de ñame se ajusta a la secuencia de eventos asociados a la multiplicación de la mayoría de plantas mediante las técnicas de cultivo aséptico, destacadas por Murashige (1974 y 1977), citadas por Krikorian (1993); Pelacho et al. (2003) de la siguiente manera: etapa 0, etapa inicial que comprende la selección de la planta madre y de una modalidad de pretratamiento para volver funcional la estrategia que se adopte;etapa I, etapa de iniciación o de establecimiento, en la cual se establece el cultivo inicial o primario; etapa II, etapa de multiplicación de brotes, o multiplicación simplemente; etapa III, corresponde al enraizamiento o etapa de pretrasplante yetapa IV, transferencia final a la etapa de medio ambiente.Frecuentemente las condiciones específicas del medio o del cultivo aséptico están asociadas a cada una de las etapas mencionadas y, cuando sea posi ble, conviene organizar una estrategia de multiplicación basada en la interpretación de dichas condiciones (Krikorian 1993).

Agradecimientos

Los autores expresan su agradecimiento a la Universidad Estatal del Sur de Manabí y a la Dirección de investigación por el financiamiento de la investigación.

Literatura citada

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